La famille Cas s’élargit, ses applications rejoignent l'épigénétique
Le développement de l’édition génomique par CRISPR–Cas9 a valu le prix Nobel de chimie 2020 à deux chercheuses, Emmanuelle Charpentier et Jennifer Doudna. CRISPR–Cas9 dérive d’un système de défense des bactéries contre les virus. Lors d’une infection, des fragments d’ADN viral sont intégrés dans les séquences CRISPR : ils constituent une forme de mémoire des infections passées. Ces séquences sont ensuite transcrites en ARN guides, qui reconnaissent, par complémentarité, une séquence correspondante dans l’ADN envahisseur et y dirigent la protéine Cas9, qui la coupe. Cette séparation entre mémoire, reconnaissance et action rend le système remarquablement modulaire : il suffit de changer l’ARN guide pour changer la séquence reconnue, ou de transformer la protéine Cas9 pour changer l’effet produit.
JTS avait suivi quelques étapes de cette révolution :
- Un système de modification génique très ciblé, CRISPR/Cas9, bouleverse la recherche, transforme l'étude de l'évolution, relance la thérapie génique, pourrait bouleverser les écosystèmes…
- CRISPR, ciseau à ADN magique et précis ou menace sur les écosystèmes ?
Depuis ces premiers « ciseaux moléculaires », les chercheurs ont profondément modifié Cas9, mais aussi exploré une famille toujours plus vaste de protéines Cas. Certaines coupent autrement, d’autres reconnaissent de l’ARN plutôt que de l’ADN, d’autres encore peuvent être privées de leur fonction de coupure et transformées en véhicules capables d’amener une autre activité moléculaire exactement là où on le souhaite.
En voici quelques exemples récents, avant d’élargir le regard vers l’édition épigénétique.
Quand CRISPR ne répare plus les cellules, mais les élimine : Cas12a2 : reconnaître une mutation pour détruire la cellule qui la porte
CRISPR–Cas9 avait rendu possible la coupure ciblée de l’ADN, avec l’espoir, notamment, de corriger des mutations responsables de maladies. Deux études publiées dans Nature explorent une stratégie très différente : plutôt que de réparer les cellules porteuses d’une mutation, utiliser un autre membre de la famille CRISPR, Cas12a2, pour les éliminer sélectivement.
Cas12a2 appartient à un système de défense bactérien particulièrement radical. Un ARN guide lui permet de reconnaître un ARN viral complémentaire. Mais cette reconnaissance ne déclenche pas une coupure précise de la cible : elle provoque un changement de forme de l’enzyme, qui se met à fragmenter largement l’ADN de la cellule infectée. La bactérie se sacrifie ainsi et empêche le virus de s’y multiplier et de contaminer les cellules voisines.
Scholz et ses collègues, ainsi que Zeng et ses collègues, ont transposé ce mécanisme dans des cellules de mammifères. Ils ont programmé Cas12a2 pour reconnaître des ARN caractéristiques de cellules malades, notamment des ARN portant des mutations associées au cancer. Lorsque l’ARN cible est présent, Cas12a2 s’active, endommage massivement les chromosomes et entraîne la mort de la cellule. Sans cet ARN, l’enzyme reste inactive. Dans certaines expériences, elle parvient même à distinguer deux ARN ne différant que par un seul nucléotide. La méthode a permis d’éliminer des cellules humaines exprimant une version mutée de TP53, ainsi que des cellules présentant une surexpression de MYC ou des mutations d’EGFR. Administrée au moyen de nanoparticules lipidiques, elle a également ralenti la croissance de tumeurs dans deux modèles murins. Cette approche pourrait donc offrir une nouvelle manière de cibler des mutations jusqu’ici difficiles à atteindre par des médicaments. Mais elle n’en est encore qu’au stade préclinique : son efficacité dépend notamment de la quantité d’ARN cible produite, l’acheminement vers les tumeurs reste imparfait et les règles permettant de concevoir les ARN guides les plus efficaces sont encore mal comprises. Pour comprendre le mécanisme et remonter aux deux études originales, l’analyse de Takallo et Staals 
encourage le lecteur à aller vérifier dans l’article d’origine : ici
Fig 1: Cas12a2 détruit sélectivement les cellules portant l’ARN cible. a, Guidée par un ARN, Cas12a2 reconnaît un ARN complémentaire. Cette reconnaissance active l’enzyme, qui fragmente alors massivement l’ADN de la cellule ; sans ARN cible, elle reste inactive. b, En ciblant un ARN spécifique d’une maladie, Cas12a2 permet ainsi d’éliminer sélectivement les cellules qui l’expriment, in vitro et dans des modèles animaux, tout en épargnant les cellules saines. [img]. Source :Takallo & Staals (2026). ici
Une activité « collatérale » de CRISPR, qui pouvait apparaître comme un défaut, devient ainsi le principe même d’une possible thérapie : reconnaître un ARN caractéristique d’une cellule pathologique, puis déclencher l’autodestruction de cette cellule.
Pour aller plus loin
- Takallo, M., & Staals, R. H. J. (2026). DNA-shredding CRISPR enzyme takes aim at cancer cells. Nature. https://doi.org/10.1038/d41586-026-02122-2
Modifier l’activité des gènes sans couper l’ADN
Autre manière d’exploiter la modularité du système : garder le ciblage de CRISPR, mais supprimer les ciseaux.
L’outil CRISPR–Cas9 classique utilise un ARN guide pour conduire Cas9 vers une séquence précise, où elle coupe l’ADN. En inactivant les domaines enzymatiques responsables de cette coupure, les chercheurs ont obtenu une protéine appelée dCas9, pour dead Cas9. Elle est toujours guidée vers la séquence d’ADN choisie, s’y fixe, mais ne la coupe plus. Elle peut alors servir de véhicule à d’autres molécules. Associée par exemple à des enzymes qui ajoutent ou retirent des marques épigénétiques, elle permet d’augmenter ou de diminuer l’expression d’un gène sans modifier la séquence de son ADN. Par rapport à l’édition génétique classique, l’intérêt est considérable : pas de cassure de l’ADN, donc pas de mutation résultant directement d’une coupure au mauvais endroit ni de réarrangement provoqué par une réparation imprévisible.
Plusieurs de ces approches ont maintenant atteint les essais cliniques. Dans la dystrophie musculaire facio-scapulo-humérale (FSHD), une région du chromosome 4 perd normalement des marques de méthylation qui maintiennent silencieux le gène DUX4. La thérapie expérimentale EPI-321 cherche à restaurer cette répression épigénétique afin d’empêcher la production d’une protéine toxique pour les muscles. Chez les trois premiers participants pour lesquels des données étaient disponibles, une dose a été associée après six mois à une augmentation moyenne d’environ 0,4 kg de masse musculaire maigre. Le résultat est prometteur, mais encore très préliminaire : l’essai ne prévoit que douze participants.
D’autres essais cherchent à maintenir silencieux le virus de l’hépatite B, y compris les fragments de son génome intégrés dans l’ADN des cellules du foie. Chez l’animal, une autre approche épigénétique ciblant PCSK9 a réduit d’environ 70 % le cholestérol LDL chez des singes après une seule injection.
Et la modularité ne s’arrête pas là : Cas9 est une grosse protéine, difficile à acheminer dans les cellules. Certains chercheurs lui substituent donc une protéine beaucoup plus compacte, Cas12F — environ 500 acides aminés contre 1 300 pour Cas9 — qui peut plus facilement être transportée au moyen d'un virus adéno-associé. On retrouve ainsi le même principe de construction : l’ARN guide indique l’adresse ; la protéine Cas assure le ciblage ; la molécule qu’on lui associe détermine l’action effectuée à cette adresse.
Ne pas couper l’ADN ne signifie toutefois pas que la méthode soit dépourvue de risques. Une modification épigénétique dirigée vers le mauvais gène pourrait dérégler durablement son expression, avec des conséquences particulièrement graves si elle touche un suppresseur de tumeur ou un gène impliqué dans l’immunité ou le développement. encourage le lecteur à aller vérifier dans l’article d’origine : ici
- Khamsi, R. (2026). CRISPR’s next act: the companies editing the epigenome to treat disease. Nature, 655, 26–28. https://doi.org/10.1038/d41586-026-01976-w
Les concepts de l'épigénétiqueen médecine : état des lieux
Dans un review Heller & al. (2026) ici proposent un panorama des principes et des premières applications cliniques de l’édition épigénétique.
Le pari est ambitieux : reprogrammer durablement l’activité d’un gène en réécrivant ses marques épigénétiques, sans modifier sa séquence d’ADN. Il y a une dizaine d’années encore, l’efficacité et surtout la spécificité de telles interventions suscitaient beaucoup de doutes. Des résultats ont depuis été obtenus dans plusieurs modèles animaux et les premiers essais cliniques ont commencé. De nombreuses questions restent cependant ouvertes : comment choisir la meilleure cible, obtenir un effet suffisamment durable et acheminer efficacement l’éditeur dans les cellules concernées.
Une figure de la revue (Fig2) illustre bien la diversité des marques et des mécanismes associés à l’activité des gènes. Un gène actif ou réprimé est associé à différentes modifications de l’ADN et des histones autour desquelles l’ADN s’enroule. Certaines enzymes les déposent — les writers —, d’autres les retirent — les erasers — et des protéines readers les reconnaissent. D’autres systèmes encore remodèlent la chromatine et modifient ainsi l’accessibilité de l’ADN.
Un éditeur épigénétique ciblé peut agir directement, en amenant sur une séquence précise une enzyme qui ajoute ou retire une de ces marques, ou indirectement, en recrutant d’autres protéines capables de le faire. Selon la modification obtenue, la chromatine peut devenir plus accessible aux mécanismes de transcription — et favoriser l’expression du gène — ou au contraire se condenser et contribuer à le maintenir silencieux.
La figure permet ainsi de voir que « l’épigénétique » n’est pas un interrupteur moléculaire unique : plusieurs types de marques, plusieurs enzymes et plusieurs mécanismes peuvent converger vers l’activation ou la répression d’un même gène.
Références:
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Heller, E. A., Bintu, L., & Rots, M. G. (2026). Epigenetic editing : From concept to clinic. Nature Reviews Drug Discovery, 25(3), 227‑248. https://doi.org/10.1038/s41573-025-01323-0
- Khamsi, R. (2026). CRISPR’s next act: the companies editing the epigenome to treat disease. Nature, 655, 26–28. https://doi.org/10.1038/d41586-026-01976-w
- Takallo, M., & Staals, R. H. J. (2026). DNA-shredding CRISPR enzyme takes aim at cancer cells. Nature. https://doi.org/10.1038/d41586-026-02122-2
